Гемопоетичні стовбурові клітини пуповинної крові

Пуповинна кров є хорошим джерелом гемопоетичних стовбурових клітин з точки зору проліферативного потенціалу та можливостей репопуляції гемопоетичних клітин. Неодноразово було показано, що до моменту народження пуповинна кров містить достатньо велику кількість слабо коммітованих гемопоетичних клітин-попередників. Деякі автори вважають, що перевагою трансплантації гемопоетичних стовбурових клітин з пуповинної крові є відсутність необхідності пошуку донора, сумісного з антигенами HLA. На їхню думку, незрілість імунної системи новонародженого зумовлює знижену функціональну активність імунокомпетентних клітин і, відповідно, меншу частоту тяжкої реакції "трансплантат проти господаря", ніж при трансплантації кісткового мозку. Водночас, рівень виживання трансплантата клітин пуповинної крові не нижчий, ніж клітин кісткового мозку, навіть у разі використання меншої кількості ГСК, що вводяться на 1 кг маси тіла пацієнта. Однак, на нашу думку, питання оптимальної кількості трансплантованих клітин пуповинної крові, необхідних для ефективного приживлення в організмі реципієнта, їх імунологічної сумісності та низки інших аспектів проблеми трансплантації гемопоетичних стовбурових клітин пуповинної крові потребують більш серйозного аналізу.

[ 1 ], [ 2 ], [ 3 ], [ 4 ], [ 5 ], [ 6 ]

Отримання гемопоетичних стовбурових клітин з пуповинної крові

Процедура отримання гемопоетичних стовбурових клітин з пуповинної крові вимагає її збору одразу після народження дитини та відділення її від плаценти, коли плацента знаходиться внутрішньоутробно або позаутробно, а також під час кесаревого розтину, але також і позаутробно. Показано, що якщо час від моменту народження до відділення новонародженого від плаценти скоротити до 30 секунд, об'єм отриманої пуповинної крові збільшується в середньому на 25-40 мл. Якщо цю процедуру виконати пізніше, втрачається така ж кількість крові. Встановлено, що раннє відділення дитини від плаценти не тягне за собою жодних негативних наслідків для новонародженого.

У Російському науково-дослідному інституті гематології та трансфузіології розроблено ефективні та недорогі технології отримання пуповинної крові як під час нормальних пологів ((70,2+25,8) мл), так і кесаревого розтину ((73,4+25,1) мл). Запропоновано метод розділення пуповинної крові з достатньо високим виходом ядерних та мононуклеарних клітин - (83,1+9,6) та (83,4+14,1)% відповідно. Удосконалено метод кріоконсервації пуповинної крові, який забезпечує високу збереженість мононуклеарних клітин та КУО-ГМ - (96,8+5,7) та (89,6+22,6)% відповідно. Визначено ефективність дренажного методу збору пуповинної крові за допомогою контейнера Компопласт-300 (Росія). Автори збирали пуповинну кров одразу після народження дитини та її відділення від плаценти, в умовах внутрішньоутробного або позаутробного розміщення плаценти. Перед пункцією пупкової вени пуповину обробляли один раз 5% настоянкою йоду, а потім двічі 70% етиловим спиртом. Кров спонтанно стікала через з'єднувальні трубки в контейнер. Процедура збору займала не більше 10 хвилин. Середній об'єм 66 зразків пуповинної крові, зібраних дренажем, становив (72+28) мл, а кількість лейкоцитів у середньому загальному об'ємі зразка становила (1,1+0,6) x 107. При аналізі пуповинної крові на стерильність (бактеріальне забруднення, ВІЛ-1, віруси гепатиту В і С, сифіліс та цитомегаловірусна інфекція) антитіла IgG до вірусу гепатиту С були виявлені лише в одному зразку. В іншому дослідженні плацента була розміщена плодовою поверхнею вниз на спеціальній рамці одразу після народження, пуповину обробляли 5% розчином йоду та 75% етиловим спиртом. Пупкову вену дренували за допомогою голки з трансфузійної системи (G16). Кров спонтанно стікала в контейнер. Середній об'єм крові, зібраної таким чином, становив (55+25) мл. У роботі Г. Коглера та ін. (1996), пуповинну кров збирали закритим методом і отримували великі об'єми крові - в середньому (79+26) мл. Автори зазначають, що серед 574 зразків пуповинної крові близько 7% містили менше 40 мл крові, що не дозволяє використовувати їх для трансплантації. К. Ісояма та ін. (1996), збираючи пуповинну кров методом активної ексфузії за допомогою шприців, отримали в середньому 69,1 мл крові (об'єм пуповинної крові варіювався від 15 до 135 мл). Нарешті, А. Абдель-Магід П.І. та ін. (1997) вдалося отримати в середньому 94 мл пуповинної крові (від 56 до 143 мл) шляхом катетеризації пупкової вени.

Для зниження ризику ятрогенного інфікування та контамінації материнськими виділеннями розроблено закриту систему збору крові на основі широко використовуваної трансфузійної системи Baxter Healthcare Corp., Дірфілд, Іллінойс (США), що містить 62,5 мл CPDA (цитрат-фосфат-декстрози з аденіном) як антикоагулянт. Технологія отримання матеріалу має першочергове значення для підготовки високоякісного зразка з точки зору об'єму, вмісту та чистоти клітинної суспензії. З існуючих методів збору пуповинної крові, які умовно класифікують на закриті, напіввідкриті та відкриті системи, перевагу слід віддавати першому, оскільки закрита система значно знижує ризик мікробного контамінації матеріалу, а також контамінації клітинної суспензії материнськими клітинами.

А. Наглер та ін. (1998) провели порівняльний аналіз ефективності всіх трьох систем збору пуповинної крові. У першому варіанті процедура проводилася в закритій системі шляхом злущування крові безпосередньо в контейнер. У другому варіанті пуповинну кров отримували шляхом активного зливання крові шприцом MP1 з подальшим промиванням плацентарних вен та одночасним дренуванням крові в контейнер (відкритий метод). У третьому варіанті кров збирали в напіввідкритій системі шляхом активного її вилучення шприцами та промивання через пупкову артерію з одночасним зливанням у контейнер. У першому варіанті автори отримували пуповинну кров в об'ємі (76,4+32,1) мл з вмістом лейкоцитів (10,5+3,6) x 106 ^в 1 мл крові. У другому варіанті відповідні показники становили (174,4+42,8) мл та (8,8+3,4) x 106 ^/ мл; у третьому – (173,7+41,3) мл та (9,3+3,8) x 10 ⁶ /мл. Найчастіше інфікування зразків пуповинної крові спостерігалося при використанні відкритої системи. Встановлено пряму кореляцію між масою плаценти та об’ємом виділеної крові – зі збільшенням маси плаценти кількість зібраної крові збільшується.

Після забору пуповинної крові слідує етап розділення – виділення мононуклеарних клітин та очищення клітинної суспензії від еритроцитів. В експериментальних умовах ядерні клітини виділяють шляхом седиментації метилцелюлозою під час лізису еритроцитів хлоридом амонію. Однак метилцелюлозу не слід використовувати для клінічних цілей, оскільки втрати гемопоетичних стовбурових клітин на ній сягають 50-90%. Лізис еритроцитів також майже ніколи не проводиться в клініці через великі обсяги робочого розчину, хоча відсоток виділення ядерних клітин з фенотипом CD34+, а також клітин-попередників з функціями CFU-GM та CFU-GEMM таким чином значно вищий. Повідомляється про появу нового засобу для виділення мононуклеарних клітин у градієнті щільності, розчину буянтної щільності (BDS72). Ця речовина має такі фізіологічні параметри: pH – 7,4, осмоляльність – 280 мОсм/кг, щільність – 1,0720 г/мл. За словами авторів, його можна використовувати для виділення до 100% CD34-позитивних клітин та видалення 98% еритроцитів. Однак BDS72 ще не використовується в клініці.

У затверджених методах виділення ядерних клітин з пуповинної крові зазвичай використовується 10% розчин гідроксиетилкрохмалю або 3% розчин желатину. Ефективність седиментації еритроцитів та виділення ядерних клітин в обох випадках приблизно однакова. Однак, коли желатин використовується як агент седиментації, можна отримати дещо більшу кількість КУО-ГМ, ніж при використанні гідроксиетилкрохмалю. Передбачається, що відмінності в ефективності виділення КУО-ГМ зумовлені різною швидкістю седиментації окремих фракцій ядерних клітин або здатністю молекул гідроксиетилкрохмалю абсорбуватися на поверхні рецепторів гемопоетичних клітин і тим самим блокувати їх чутливість до колонієстимулюючих факторів, що використовуються при культивуванні КУО-ГМ in vitro. Тим не менш, обидва седиментатори цілком можуть бути придатними для виділення ядерних клітин при створенні великомасштабних банків пуповинної крові.

Методи розділення та кріоконсервації пуповинної крові принципово нічим не відрізняються від тих, що використовуються в роботі з гемопоетичними стовбуровими клітинами периферичної крові та кісткового мозку дорослих донорів. Але при підготовці великої кількості зразків пуповинної крові для її банків методи розділення повинні, перш за все, бути низьковитратними. Тому, на жаль, наразі для клінічних потреб використовуються вже перевірені рутинні методи виділення та кріоконсервації клітин пуповинної крові, а більш ефективні, але дорогі методи залишаються долею експериментаторів.

Загалом, затверджено критерії оцінки кількості гемопоетичних клітин та вимоги до дослідження зразків пуповинної крові для виявлення інфекційних агентів. Для забезпечення безпеки трансплантації гемопоетичних клітин пуповинної крові всі зразки крові повинні бути досліджені в першу чергу на наявність гематогенно переданих інфекцій та генетичних захворювань. Ряд авторів рекомендують додаткові спеціальні методи дослідження пуповинної крові для діагностики генетичних захворювань, таких як а-таласемія, серповидноклітинна анемія, дефіцит аденозиндезамінази, агаммаглобулінемія Брутона, хвороби Гурлера та Понтера.

Згідно з рекомендаціями Л. Тікелі та співавторів (1998), кожен зразок пуповинної крові має бути протестований на наявність ядерних клітин, CD34-позитивних клітин та CFU-GM, має бути проведено HLA-типування, а також визначено групу крові за системою ABO та її резус-фактором. Крім того, необхідно провести бактеріологічний посів, серологічне тестування на ВІЛ та цитомегаловірусну інфекцію, HBsAg, вірусний гепатит С, HTLY-I та HTLV-II (Т-клітинний лейкоз людини), сифіліс та токсоплазмоз. Обов'язковою є полімеразна ланцюгова реакція на цитомегаловірус та ВІЛ-інфекцію.

Процедура отримання пуповинної крові повинна проводитися у суворій відповідності до принципів медичної біоетики. Перед забором крові необхідно отримати згоду вагітної жінки на її проведення. Попередня бесіда з вагітною для отримання інформованої згоди на всі маніпуляції, від забору крові до заповнення документації, проводиться лише медичними працівниками. У жодному разі не допускається проведення будь-якої з цих процедур персоналом з біологічною, хімічною, фармацевтичною чи іншою немедичною освітою, через порушення встановлених норм біоетики та прав людини. У разі позитивних тестів на носійство HBsAg, наявності антитіл до збудників гепатиту С, ВІЛ-інфекції та сифілісу, пуповинна кров не збирається, а зразки вже зібраної крові бракуються та знищуються. Слід зазначити, що носійство латентних інфекцій у новонароджених зустрічається набагато рідше, ніж у дорослих, тому ймовірність гематогенного перенесення та розвитку інфекційних ускладнень під час інфузій гемопоетичних клітин пуповинної крові значно нижча, ніж у випадку використання кісткового мозку дорослого донора для трансплантації.

Важливим аспектом клінічного використання пуповинної крові є оцінка трансплантації, яка базується на визначенні кількості гемопоетичних стовбурових клітин у зразку пуповинної крові та доз клітин, необхідних для трансплантації. Наразі стандарти оптимальної кількості клітин пуповинної крові, необхідних для трансплантації, ще не розроблені. Немає загальноприйнятої точки зору навіть щодо таких рутинних параметрів, як кількість CD34-позитивних клітин та КУО-ГМ. Деякі автори оцінюють потенціал гемопоетичних клітин шляхом аналізу тривалих культур з визначенням вмісту колонієутворюючих одиниць, спільних для гранулоцитів, еритроцитів, моноцитів та мегакаріоцитів - КУО-ГЕММ.

Однак у клінічних умовах стандартна оцінка трансплантата пуповинної крові зазвичай включає лише визначення кількості ядерних або мононуклеарних клітин.

Зберігання гемопоетичних стовбурових клітин пуповинної крові

Також існують деякі проблеми в технології зберігання гемопоетичних клітин пуповинної крові. При кріоконсервації гемопоетичних стовбурових клітин, щоб досягти оптимального режиму заморожування, необхідно максимально зменшити об'єм пуповинної крові, а також заздалегідь видалити еритроцити, щоб уникнути гемолізу та ризику розвитку реакції несумісності за еритроцитарними антигенами (ABO, Rh). Для цих цілей підходять різні методи виділення ядерних клітин. На початку 90-х років минулого століття найбільш широко використовуваним методом було виділення ядерних клітин у градієнті щільності на основі Фікола щільністю 1,077 г/мл або Перкола щільністю 1,080 г/мл. Розділення пуповинної крові в градієнті щільності дозволяє виділити переважно мононуклеарні клітини, але призводить до значних втрат гемопоетичних клітин-попередників - до 30-50%.

Ефективність седиментації гідроксиетилкрохмалю в процесі виділення гемопоетичних клітин пуповинної крові оцінюється по-різному. Деякі автори вказують на низьку якість розділення за допомогою цього методу, тоді як інші дослідники, навпаки, серед усіх можливих методів, надають перевагу виділенню ГСК пуповинної крові за допомогою 6% розчину гідроксиетилкрохмалю. Водночас підкреслюється висока ефективність седиментації гемопоетичних клітин, яка, за деякими даними, сягає від 84% до 90%.

Прихильники іншої точки зору вважають, що практично всі методи фракціонування пов'язані з великими втратами ядерних клітин і пропонують проводити розділення центрифугуванням, розділяючи пуповинну кров на 3 фракції: еритроцити, лейкоцитарне кільце та плазму. Виділяючи клітини таким чином, автори виявили, що вміст мононуклеарних клітин, ранніх гемопоетичних клітин-попередників та клітин з імунофенотипом CD34+ зрештою склав 90, 88 та 100% від початкового рівня відповідно. Подібні значення збільшення клітин пуповинної крові, очищених цим методом, були отримані й іншими дослідниками: після седиментації було виділено 92% ядерних клітин, 98% мононуклеарних клітин, 96% CD34-позитивних клітин та 106% колонієутворюючих одиниць.

Наприкінці 1990-х років желатин широко використовувався як седиментаційний агент. У клінічній практиці желатин використовується для виділення гемопоетичних стовбурових клітин з пуповинної крові з 1994 року. При використанні 3% розчину желатину ефективність виділення ядерних клітин сягає 88-94%. Масштабне використання желатину при створенні банку пуповинної крові підтвердило його переваги над іншими седиментаційними агентами. Порівняльний аналіз ефективності всіх вищезазначених методів виділення ядерних клітин за умов їх послідовного використання на кожному з протестованих зразків пуповинної крові довів, що 3% розчин желатину є оптимальним седиментаційним агентом з точки зору виходу мононуклеарних клітин з фенотипом CD34+/CD45+, а також за кількістю КУО-GM та КУО-GEMM. Методи з використанням градієнта щільності Фіколла, а також використання гідроксиетилкрохмалю та метилцелюлози були значно менш ефективними, втрати гемопоетичних клітин сягали 60%.

Розширення обсягів трансплантації стовбурових клітин пуповинної крові пов'язане не лише з розробкою методів їх отримання, але й зберігання. Існує багато проблем, безпосередньо пов'язаних з підготовкою пуповинної крові до тривалого зберігання та вибором оптимальної технології кріоконсервації її зразків. Серед них питання доцільності проведення процедур розділення, використання різних середовищ для кріоконсервації та застосування методів підготовки розморожених клітин до трансплантації. Транспортування зразків нативної пуповинної крові часто здійснюється з регіонів, віддалених від гематологічних центрів. У зв'язку з цим виникає проблема прийнятних термінів зберігання пуповинної крові від моменту її отримання до початку кріоконсервації, що має особливе значення при створенні банків пуповинної крові.

Дослідження функціональної активності гемопоетичних клітин пуповинної крові після тривалого зберігання (до 12 років) у рідкому азоті показало, що близько 95% гемопоетичних клітин не втрачають своєї високої проліферативної здатності протягом цього періоду. У роботі С. Юрасова та співавторів (1997) було доведено, що зберігання пуповинної крові при кімнатній температурі (22°C) або при 4°C протягом 24 та 48 годин суттєво не знижує життєздатність гемопоетичних клітин, яка становить 92 та 88% від початкового рівня відповідно. Однак, якщо термін зберігання продовжити до трьох днів, кількість життєздатних ядерних клітин у пуповинній крові значно зменшується. Водночас інші дослідження показали, що при зберіганні протягом 2-3 днів при 22 або 4°C життєздатність зрілих гранулоцитів, а не гемопоетичних клітин, страждає в першу чергу.

Життєздатність гемопоетичних стовбурових клітин пуповинної крові може бути негативно позначена компонентами систем збору пуповинної крові. Аналіз впливу різних антикоагулянтів, механізм дії яких зумовлений зв'язуванням іонів кальцію (ACD, EDTA, XAPD-1), на гемопоетичні клітини-попередники за умов зберігання пуповинної крові протягом 24-72 годин виявив їх негативний вплив на життєздатність ядерних клітин. У зв'язку з цим автори рекомендують використовувати PBS (фосфатний буферний розчин) з додаванням нативного гепарину без консерванту в концентрації 20 Од/мл, що, на їхню думку, дозволяє збільшити термін зберігання нефракціонованої пуповинної крові до 72 годин та зберігає функціональну активність колонієутворюючих одиниць. Однак дослідження безпеки CFU-GM та CFU-G показало, що час зберігання пуповинної крові перед кріоконсервацією не повинен перевищувати дев'яти годин. Очевидно, що в цьому випадку слід дотримуватися принципу: за наявності суперечливих даних слід використовувати мінімальний рекомендований термін зберігання пуповинної крові та якомога швидше розпочати програмоване заморожування ізольованих клітин.

При заморожуванні гемопоетичних стовбурових клітин пуповинної крові зазвичай використовується 10% розчин ДМСО як кріопротектор. Однак, крім вираженого кріопротекторного ефекту, диметилсульфоксид у такій концентрації також має прямий цитотоксичний ефект, навіть за мінімального впливу на гемопоетичні клітини пуповинної крові. Для зменшення цитотоксичної дії ДМСО використовується нульова температура впливу, збільшується швидкість усіх маніпуляцій, а також проводиться багаторазове промивання після розморожування зразків пуповинної крові.

З 1995 року Інститут гематології та трансфузіології Академії медичних наук України розвиває науковий напрямок, спрямований на комплексне вивчення пуповинної крові як альтернативного джерела гемопоетичних стовбурових клітин. Зокрема, розроблено нові технології низькотемпературної кріоконсервації гемопоетичних клітин нефракціонованої та фракціонованої пуповинної крові. Як кріопротектор використовується низькомолекулярний медичний полівінілпіролідон. Метод кріоконсервації нефракціонованої пуповинної крові базується на оригінальній технології попередньої підготовки клітин до заморожування та методі спеціальної обробки клітинної суспензії безпосередньо перед трансплантацією.

Одним із найважливіших факторів, що впливають на рівень функціональної активності кріоконсервованих гемопоетичних стовбурових клітин, є швидкість охолодження клітинної суспензії, особливо під час фази кристалізації. Програмний підхід до вирішення проблеми швидкості та часу заморожування надає великі можливості для створення простих та високоефективних методів кріоконсервації, без відмивання клітинної суспензії від кріопротекторів перед трансплантацією.

Найбільш небезпечними для життєздатності клітин етапами під час їх підготовки є етапи прямого заморожування та розморожування. При заморожуванні гемопоетичних клітин значна їх частина може бути зруйнована в момент переходу міжклітинного середовища з рідкої в тверду фазу – кристалізації. Для зменшення відсотка загибелі клітин використовуються кріопротектори, механізми дії та кріопротекторна ефективність яких достатньо висвітлені в науковій літературі.

Перспективним напрямком оптимізації методів кріоконсервації клітин кісткового мозку та пуповинної крові є поєднання низьких концентрацій кількох кріопротекторів з різними механізмами дії в одному розчині, наприклад, ДМСО, що діє на внутрішньоклітинному рівні, та гідроксиетилкрохмалю або альбуміну, які мають позаклітинний захисний ефект.

Для кріоконсервації клітин пуповинної крові традиційно використовується 20% розчин ДМСО, який повільно вливають у клітинну суспензію при постійному механічному перемішуванні на крижаній бані до досягнення рівного (1:1) співвідношення об'ємів кріопротектора та клітинної суспензії. Кінцева концентрація диметилсульфоксиду становить 10%. Потім клітинну суспензію охолоджують у програмованому кріогенному агрегаті зі швидкістю Гс/хв до -40°C, після чого швидкість охолодження збільшують до 10°C/хв. Після досягнення -100°C контейнер із клітинною суспензією поміщають у рідкий азот (-196°C). За допомогою цієї методики кріоконсервації збереження функціонально активних мононуклеарних клітин після розморожування досягає 85% від початкового рівня.

Модифікації методів кріоконсервації спрямовані на зниження концентрації ДМСО шляхом додавання гідроксиетилкрохмалю (кінцеві концентрації диметилсульфоксиду та гідроксиетилкрохмалю становлять 5 та 6% відповідно). Висока ефективність такої комбінації кріопротекторів спостерігається при заморожуванні суспензії мієлоїдних клітин, причому з не меншою цитопротекцією, ніж при використанні лише 10% розчину диметилсульфоксиду. Кількість життєздатних ядерних клітин досягла 96,7% від початкового рівня, а їх функціональна активність, оцінена за кількістю КУО-ГМ, становила 81,8%.

При використанні розчину диметилсульфоксиду в концентраціях від 5 до 10% у поєднанні з 4% гідроксиетилкрохмалем (кінцева концентрація) було виявлено, що збереження CD34-позитивних клітин у таких діапазонах диметилсульфоксиду залишається практично незмінним. Водночас, при зменшенні концентрації диметилсульфоксиду з 5 до 2,5% спостерігається масова загибель клітин пуповинної крові - кількість життєздатних клітинних одиниць зменшується з 85,4 до 12,2%. Інші автори також дійшли висновку, що саме 5 та 10% розчини диметилсульфоксиду (в авторському варіанті - у поєднанні з аутологічною сироваткою) забезпечують цитопротекцію з максимальною ефективністю під час кріоконсервації ГСК пуповинної крові. Крім того, висока збереженість послідовно заморожених та розморожених клітин відзначається у випадку поєднання 5 або 10% диметилсульфоксиду з 4% розчином гідроксиетилкрохмалю, особливо при контрольованій швидкості охолодження Гс/хв. В іншому дослідженні використовували кріопротекторний розчин, що складався з трьох інгредієнтів – ДМСО, очищеного людського альбуміну та середовища RPMI у співвідношенні 1:4:5, який додавали до клітинної суспензії до рівного об'ємного співвідношення (кінцева концентрація диметилсульфоксиду становила 5%). Після розморожування на водяній бані за температури +4 ГС збереження КУО-ГМ перевищувало 94%.

Деякі автори пропонують використовувати для кріоконсервації нефракціоновану пуповинну кров, оскільки під час процесу видалення еритроцитів втрачається значна кількість гемопоетичних клітин. У цьому варіанті для захисту мононуклеарних клітин від шкідливого впливу кріокристалізації використовується 10% розчин диметилсульфоксиду. Заморожування проводять з постійною швидкістю охолодження Гс/хв до -80°C, після чого суспензію клітин пуповинної крові опускають у рідкий азот. Такий метод заморожування призводить до часткового лізису еритроцитів, тому зразки крові не потребують фракціонування. Після розморожування клітинну суспензію відмивають від вільного гемоглобіну та диметилсульфоксиду в розчині людського альбуміну або в аутологічній сироватці крові пацієнта та використовують для трансплантації.

Збереження гемопоетичних клітин-попередників після розморожування нефракціонованої пуповинної крові справді вища, ніж у фракціонованої, проте через кріостабільність деяких еритроцитів можуть виникнути серйозні проблеми після трансфузії внаслідок переливання еритроцитів, несумісних з системою АВО. Крім того, об'єм збереженої нефракціонованої крові значно збільшується. З клінічної точки зору, кріоконсервація раніше виділених та очищених від інших клітинних фракцій гемопоетичних клітин пуповинної крові все ж є кращою.

Зокрема, розроблено метод кріоконсервації фракціонованих клітин пуповинної крові, що дозволяє видаляти еритроцити на етапі підготовки до заморожування, в якому у складі плазмозамінного розчину «Стабізол» використовується 6% розчин гідроксиетилкрохмалю. Після розморожування отримана таким чином клітинна суспензія готова до клінічного використання без додаткових маніпуляцій.

Таким чином, наразі існує багато досить ефективних методів кріоконсервації пуповинної крові. Їхня принципова відмінність полягає в тому, що зразки крові заморожуються нефракціонованими або піддаються розділенню на клітинні фракції на етапі підготовки та готуються ядерні клітини без домішки еритроцитів.

Трансплантація гемопоетичних стовбурових клітин пуповинної крові

Наприкінці 1980-х – на початку 1990-х років було встановлено, що пуповинна кров, яка забезпечує життєзабезпечення плода під час вагітності, має високий вміст гемопоетичних стовбурових клітин. Відносна простота отримання клітин пуповинної крові та відсутність очевидних етичних проблем сприяли використанню стовбурових клітин пуповинної крові в практичній медицині. Перша успішна трансплантація пуповинної крові дитині з анемією Фанконі послужила відправною точкою для розширення обсягів трансплантації стовбурових клітин пуповинної крові та створення системи її банкування. У світовій системі банків пуповинної крові найбільшим є Нью-Йоркський центр плацентарної крові, який знаходиться на балансі Національного інституту охорони здоров'я США. Кількість зразків пуповинної крові, що зберігаються в цьому банку, наближається до 20 000. Зростає також кількість реципієнтів (переважно дітей), які перенесли успішну трансплантацію. За даними Міністерства охорони здоров'я США, безрецидивний період післятрансплантаційного життя реципієнтів трансплантата пуповинної крові вже перевищує 10 років.

Це не дивно, оскільки численні дослідження гемопоетичного потенціалу пуповинної крові показали, що за кількістю та якістю найперших стовбурових клітин вона не тільки не поступається кістковому мозку дорослої людини, але й перевершує його за деякими показниками. Вищий проліферативний потенціал стовбурових клітин пуповинної крові зумовлений онтогенетичними особливостями клітинної сигналізації, наявністю рецепторів до специфічних факторів росту на ГСК, здатністю клітин пуповинної крові до аутокринної продукції факторів росту, а також великим розміром і довжиною теломер.

Таким чином, геномні та фенотипічні характеристики гемопоетичних стовбурових клітин пуповинної крові зумовлюють якісне приживлення трансплантата з високим потенціалом відновлення донорського кровотворення в організмі реципієнта.

Переваги гемопоетичних стовбурових клітин пуповинної крові

Серед реальних переваг використання гемопоетичних стовбурових клітин пуповинної крові для трансплантації порівняно з іншими джерелами гемопоетичних клітин варто відзначити практично нульовий ризик для здоров'я донора (якщо не розглядати плаценту як таку) та відсутність необхідності загальної анестезії. Використання пуповинної крові розширює можливості трансплантації клітин завдяки частково HLA-сумісним трансплантатам (несумісність від одного до трьох антигенів). Розроблено метод тривалого зберігання гемопоетичних клітин пуповинної крові в замороженому стані, що підвищує ймовірність отримання рідкісних типів HLA та скорочує час пошуку HLA-сумісного трансплантата для алогенної трансплантації. Водночас значно знижується ризик розвитку деяких латентних інфекцій, що передаються трансмісивним шляхом. Крім того, виникає недорога форма біологічного страхування життя завдяки можливості використання клітин пуповинної крові для аутологічної трансплантації.

Однак, через малі об'єми крові, які можна зібрати з плаценти (в середньому не більше 100 мл), на перший план виходить проблема отримання максимально можливої кількості крові з пуповинної вени при суворому дотриманні умови мінімального ризику бактеріального забруднення отриманих зразків пуповинної крові.

Примітивні гемопоетичні клітини пуповинної крові зазвичай ідентифікують за наявністю глікофосфопротеїну CD34 на їхній поверхні, а також на основі їх функціональних властивостей шляхом вивчення клоногенності або формування колоній in vitro. Порівняльний аналіз показав, що в пуповинній крові та кістковому мозку максимальний вміст CD34-позитивних клітин у мононуклеарній фракції становить 1,6 та 5,0% відповідно, максимальний рівень колонієутворюючих одиниць у субпопуляції CD34+ клітин становить 80 та 25%, загальна ефективність клонування CD34+ клітин становить 88 та 58%, максимальна вміст колонієутворюючих клітин з високим проліфераційним потенціалом (HPP-CFC у популяції CD34+) становить 50 та 6,5%. Слід додати, що ефективність клонування CD34+CD38 клітин та здатність реагувати на стимуляцію цитокінами також вищі у гемопоетичних стовбурових клітин пуповинної крові.

Поєднання фенотипових антигенів Thy-1, CD34 та CD45RA підтверджує високий проліферативний потенціал гемопоетичних клітин пуповинної крові, а експресія цих трьох антигенів на поверхні клітин пуповинної крові вказує на їхню приналежність до стовбурових клітин. Крім того, було виявлено, що пуповинна кров містить клітини з фенотипом CD34+, які не мають маркерів лінійної диференціації. Рівень клітинних субпопуляцій з фенотиповим профілем CD34+/Lin у пуповинній крові становить близько 1% від загальної кількості CD34-позитивних клітин. Гемопоетичні клітини-попередники пуповинної крові дають початок як лімфоїдній клітинній лінії, так і плюрипотентному мієлоїдному ряду лінійної клітинної диференціації, що також вказує на їхню приналежність до стовбурових клітин.

Як уже зазначалося, суттєві відмінності між кістковим мозком та пуповинною кров’ю полягають у кількості гемопоетичних клітин, що використовуються для трансплантації та отримані під час однієї процедури збору. Якщо під час трансплантації кісткового мозку втрата клітинної маси під час розділення, кріоконсервації, розморожування та тестування є допустимою в межах 40-50%, то для пуповинної крові такі втрати клітин є дуже значними, оскільки при використанні недостатньої кількості ГСК трансплантат може виявитися неефективним. За даними G. Kogler et al. (1998), для трансплантації клітин з масою тіла реципієнта 10 кг потенційними трансплантатами можуть бути всі зразки пуповинної крові (загальна кількість зібраних зразків пуповинної крові становить 2098), з масою тіла 35 кг – 67%, і лише 25% зразків можуть забезпечити ефективну трансплантацію у пацієнтів з масою тіла 50-70 кг. Така клінічна ситуація вказує на необхідність оптимізації та підвищення ефективності існуючих методів збору, відтворення та зберігання клітин пуповинної крові. Тому в літературі наразі широко обговорюються питання стандартизації методів збору, тестування, розділення та кріоконсервації пуповинної крові для створення банків крові, її використання в клініці, а також обумовлюються умови та терміни зберігання гемопоетичних стовбурових клітин пуповинної крові.

[ 7 ], [ 8 ], [ 9 ]

Використання гемопоетичних стовбурових клітин пуповинної крові в медицині

^{Зазвичай з пуповинної крові вдається виділити до 10⁶} гемопоетичних стовбурових клітин, рідко більше. У зв'язку з цим питання про те, чи достатньо такої кількості гемопоетичних клітин з пуповинної крові для відновлення кровотворення у дорослого реципієнта, залишається відкритим і донині. Думки з цього питання розділилися. Деякі дослідники вважають, що такої кількості цілком достатньо для трансплантації дітям, але занадто мало для трансплантації дорослій людині, для якої оптимальною кількістю є введення (7-10) x 10⁶ ^CD34 -позитивних клітин на 1 кг маси тіла – в середньому 7 x 10⁶ ^на трансплантат. З цих розрахунків випливає, що один зразок пуповинної крові містить у 700 разів менше гемопоетичних стовбурових клітин, ніж потрібно для однієї трансплантації дорослому пацієнту. Однак така кількісна оцінка проводиться за аналогією з кількістю перелитих клітин кісткового мозку і зовсім не враховує онтогенетичні особливості кровотворення.

Зокрема, ігнорується факт вищого проліферативного потенціалу гемопоетичних стовбурових клітин пуповинної крові порівняно з гемопоетичними клітинами-попередниками кісткового мозку. Результати досліджень колонієутворюючого потенціалу in vitro свідчать про те, що одна доза пуповинної крові здатна забезпечити відновлення гемопоезу дорослого реципієнта. З іншого боку, не слід забувати, що кількість стовбурових клітин пуповинної крові зменшується навіть під час ембріонального розвитку: вміст CD34-позитивних клітин у пуповинній крові лінійно зменшується в 5 разів у період від 20 тижнів (кров для дослідження була отримана під час передчасного переривання вагітності) до 40 тижнів гестації (період фізіологічних пологів), що супроводжується паралельною, постійно зростаючою експресією лінійних маркерів цитодиференціації.

Через відсутність стандартизованого підходу до кількісного визначення клітин-попередників у зразках пуповинної крові тривають дебати щодо оптимальної дози гемопоетичних стовбурових клітин пуповинної крові. Деякі дослідники вважають, що як критерії відбору зразків пуповинної крові можна використовувати кількість ядерних клітин та мононуклеарних клітин, перерахованих на масу тіла реципієнта, тобто їх дозу. Деякі автори вважають, що мінімальний кількісний поріг CD34+ клітин навіть для аутотрансплантації ГСК становить 2 x 10 ⁶ /кг. Водночас збільшення дози гемопоетичних клітин до 5 x 10 ⁶ клітин/кг (лише в 2,5 рази) вже забезпечує сприятливіший перебіг раннього посттрансплантаційного періоду, зменшує частоту інфекційних ускладнень та скорочує тривалість профілактичної антибіотикотерапії.

За даними Е. Глюкмана та ін. (1998), в онкогематології умовою успішної трансплантації клітин пуповинної крові є введення не менше 3,7 x 10 ⁷ ядерних клітин на 1 кг маси тіла реципієнта. При зменшенні дози гемопоетичних стовбурових клітин до 1 x 10 ⁷ або менше ядерних клітин на 1 кг маси тіла пацієнта різко зростає ризик невдалої трансплантації та рецидиву раку крові. Слід визнати, що мінімальна кількість клітин-попередників, необхідна для швидкого відновлення кровотворення після алотрансплантації ГСК, досі невідома. Теоретично цього можна досягти за допомогою однієї клітини, але в клінічній практиці трансплантації кісткового мозку швидке та стабільне приживлення гарантується переливанням не менше (1-3) x 10 ⁸ ядерних клітин на 1 кг маси тіла пацієнта.

Нещодавнє детальне дослідження з визначення оптимальної кількості ГСК в онкогематології включало спостереження за пацієнтами у трьох групах, виділених залежно від вмісту CD34-позитивних клітин у трансплантованому матеріалі. Пацієнтам першої групи вводили (3-5) x 10⁶ ^клітин /кг. Доза ГСК у пацієнтів другої групи становила (5-10) x 10⁶ ^клітин /кг, а пацієнтам третьої групи трансплантували понад 10 x 10⁶ ^CD34 + клітин/кг. Найкращі результати спостерігалися в групі реципієнтів, які отримали трансплантат з кількістю CD34-позитивних клітин, що дорівнює (3-5) x 10⁶ ^/ кг. При збільшенні дози трансплантованих клітин понад 5 x 10⁶ ^/ кг статистично значущих переваг не виявлено. При цьому дуже високий вміст ГСК у трансплантаті (> 10 x 10⁶ ^/ кг) пов'язаний з реінфузією значної кількості залишкових пухлинних клітин, що призводить до рецидиву захворювання. Прямий зв'язок між кількістю трансплантованих алогенних клітин-попередників та розвитком реакції «трансплантат проти хазяїна» не встановлено.

Накопичений світовий досвід трансплантації пуповинної крові підтверджує їх високий репопуляційний потенціал. Швидкість приживлення трансплантата пуповинної крові корелює з кількістю введених ядерних клітин. Найкращі результати спостерігаються при трансплантації 3 x 10 ⁷ /кг, тоді як для кісткового мозку ця доза становить 2 x 10 ⁸ /кг. За даними координаційних центрів, на кінець 2000 року у світі було проведено 1200 трансплантацій клітин пуповинної крові, переважно від споріднених донорів (83%). Очевидно, що пуповинну кров слід розглядати як альтернативу кістковому мозку для трансплантації пацієнтам з гемобластозами.

Водночас, неонатальний характер пуповинного джерела кровотворної тканини вселяє оптимізм завдяки наявності функціональних особливостей його ГСК. Водночас, лише клінічний досвід може відповісти на питання про достатність одного зразка пуповинної крові для відновлення кровотворення у дорослого реципієнта з гемопоетичною аплазією. Трансплантація клітин пуповинної крові використовується в програмах лікування багатьох пухлинних та непухлинних захворювань: лейкемії та мієлодиспластичних синдромів, неходжкінської лімфоми та нейробластоми, апластичної анемії, вроджених анемій Фанконі та Даймонда-Блекфана, дефіциту адгезії лейкоцитів, синдрому Барра, хвороби Гюнтера, синдрому Гурлера, таласемії.

Імунологічні аспекти трансплантації гемопоетичних клітин пуповинної крові заслуговують на пильну увагу та окреме дослідження. Було показано, що у випадку трансплантації стовбурових клітин пуповинної крові від донорів з неповною HLA-сумісністю результати трансплантації є цілком задовільними, що, на думку авторів, свідчить про нижчу імунореактивність клітин пуповинної крові, ніж кісткового мозку.

Детальне вивчення клітинного складу пуповинної крові виявило особливості як фенотипового спектру ефекторних клітин імунної системи, так і їх функціональної активності, що дозволило розглядати пуповинну кров як джерело ГСК з відносно низьким ризиком розвитку реакції «трансплантат проти господаря». Серед ознак функціональної незрілості імунокомпетентних клітин пуповинної крові необхідно відзначити дисбаланс у виробленні цитокінів та зниження чутливості до цитокінової регуляції імунної відповіді. Отримане пригнічення активності цитотоксичних лімфоцитів вважається фактором, що сприяє формуванню імунологічної толерантності до трансплантованої кровотворної тканини. У популяції лімфоцитів пуповинної крові, на відміну від периферичної крові та кісткового мозку дорослих донорів, переважають неактивні, незрілі лімфоцити та клітини-супресори. Це свідчить про знижену готовність Т-лімфоцитів пуповинної крові до імунної відповіді. Важливою особливістю моноцитарної популяції клітин пуповинної крові є низький вміст функціонально повноцінних та активних антигенпрезентуючих клітин.

З одного боку, низька зрілість ефекторних клітин імунної системи пуповинної крові розширює показання до її використання в клініці, оскільки ці особливості забезпечують зниження інтенсивності імунного конфлікту між клітинами донора та реципієнта. Але, з іншого боку, відомо про існування кореляції між ступенем розвитку реакції «трансплантат проти господаря» та протипухлинним ефектом трансплантації, тобто розвитком ефекту «трансплантат проти лейкемії». У зв'язку з цим було проведено дослідження протипухлинної цитотоксичності клітин пуповинної крові. Отримані результати свідчать про те, що, незважаючи на справді ослаблену відповідь імунокомпетентних клітин пуповинної крові на антигенну стимуляцію, лімфоцити, які переважно активуються, є природними кілерами та кілер-подібними клітинами, які беруть активну участь у механізмах реалізації протипухлинної цитотоксичності. Крім того, у пуповинній крові були виявлені субпопуляції лімфоцитів з фенотипами CD16+CD56+ та CD16"TCRa/p+. Передбачається, що ці клітини в активованій формі реалізують реакцію «трансплантат проти лейкемії».

В Інституті онкології Академії медичних наук України кріоконсервовані гемопоетичні клітини пуповинної крові вводили онкологічним хворим зі стійкою гемопоетичною гіпоплазією внаслідок хіміо- та променевої терапії. У таких пацієнтів трансплантація гемопоетичних стовбурових клітин пуповинної крові досить ефективно відновлювала пригнічений гемопоез, про що свідчить стійке збільшення вмісту зрілих формених елементів у периферичній крові, а також збільшення показників, що характеризують стан клітинного та гуморального імунітету. Стабільність ефекту репопуляції після трансплантації гемопоетичних клітин пуповинної крові дозволяє продовжувати променеву та хіміотерапію без переривання курсу лікування. Є інформація про вищу ефективність алотрансплантації стовбурових клітин пуповинної крові онкогематологічним пацієнтам: річний ризик рецидиву пухлинного захворювання при їх використанні становив 25% проти 40% у пацієнтів з трансплантованим алогенним кістковим мозком.

Механізм дії кріоконсервованих стовбурових клітин пуповинної крові слід вважати результатом гуморальної стимуляції гемопоезу реципієнта, зумовленої унікальною здатністю неонатальних клітин до аутокринної продукції гемопоетичних факторів росту, а також наслідком тимчасового приживлення донорських клітин (про що свідчить достовірне збільшення вмісту фетального гемоглобіну в периферичній крові реципієнтів на 7-15-й день після переливання порівняно з вихідними даними). Відсутність посттрансфузійних реакцій у реципієнтів пуповинної крові є результатом відносної толерантності її імунокомпетентних клітин, а також критерієм довіри до біологічної адекватності кріоконсервованого матеріалу.

Клітини-кілери-попередники Т-лімфоцитів пуповинної крові здатні до активації під впливом екзогенної цитокінової стимуляції, що використовується для розробки нових методів ex vivo та in vivo індукції протипухлинної цитотоксичності лімфоїдних елементів трансплантата для подальшої імунотерапії. Крім того, «незрілість» геному імунокомпетентних клітин пуповинної крові дозволяє використовувати їх для посилення протипухлинної активності за допомогою методів молекулярного моделювання.

Сьогодні пуповинна кров знайшла широке застосування, перш за все, у дитячій гематології. У дітей з гострим лейкозом алотрансплантація гемопоетичних стовбурових клітин пуповинної крові, порівняно з алотрансплантацією кісткового мозку, значно знижує частоту розвитку реакції «трансплантат проти господаря». Однак це супроводжується тривалішим періодом нейтро- та тромбоцитопенії та, на жаль, вищим 100-денним показником посттрансплантаційної смертності. Триваліший період відновлення рівня гранулоцитів та тромбоцитів у периферичній крові може бути пов'язаний з недостатньою диференціацією окремих субпопуляцій CD34-позитивних клітин пуповинної крові, про що свідчить низький рівень абсорбції радіоактивного родаміну та низька експресія антигенів CD38 на їх поверхні.

Водночас, трансплантація гемопоетичних стовбурових клітин пуповинної крові дорослим пацієнтам, проведена через відсутність як сумісного неспорідненого донора кісткового мозку, так і можливості мобілізації аутологічних ГСК, показала високу однорічну безрецидивну виживаність у групі пацієнтів віком до 30 років (73%). Розширення вікового діапазону реципієнтів (18-46 років) призвело до зниження виживаності до 53%.

Кількісний аналіз клітин з фенотипом CD34+ у кістковому мозку та пуповинній крові виявив їх вищий (у 3,5 рази) вміст у кістковому мозку, проте у пуповинній крові відзначено значне переважання клітин з фенотипічним профілем CD34+HLA-DR. Відомо, що клітини крові з імунологічними маркерами CD34+HLA-DR проліферують активніше, ніж клітини з імунофенотипом CD34+HLA-DR+, що було підтверджено в експериментальних дослідженнях росту довготривалої культури гемопоетичних клітин in vitro. Примітивні клітини-попередники з фенотипом CD34+CD38 містяться як у пуповинній крові, так і в кістковому мозку, але клітини пуповинної крові з набором маркерів CD34+CD38 мають вищу клоногенну активність, ніж гемопоетичні клітини того ж фенотипу, виділені з кісткового мозку дорослих донорів. Крім того, клітини пуповинної крові з імунофенотипом CD34+CD38 проліферують швидше у відповідь на стимуляцію цитокінами (IL-3, IL-6, G-CSF) та утворюють у 7 разів більше колоній у довготривалих культурах, ніж клітини кісткового мозку.

Банки стовбурових клітин пуповинної крові

Для належного розвитку нового напрямку практичної медицини – трансплантації стовбурових клітин пуповинної крові, а також для впровадження трансплантації гемопоетичних стовбурових клітин кісткового мозку, необхідно мати розгалужену мережу банків крові, які вже створені в США та Європі. Вітчизняні мережі банків пуповинної крові об'єднані Асоціацією Netcord Bank. Доцільність створення міжнародної асоціації банків пуповинної крові визначається тим, що для проведення неспоріднених трансплантацій потрібна велика кількість типованих зразків пуповинної крові, що дозволяє підібрати HLA-ідентичного донора. Тільки створення системи банків зі зберіганням зразків крові різних HLA-типів може реально вирішити проблему пошуку необхідного донора. Організація такої системи банків пуповинної крові вимагає попередньої розробки етичних та правових норм, які зараз обговорюються на міжнародному рівні.

Для створення банків пуповинної крові в Україні необхідно розробити цілий ряд нормативних актів та документів.

Перш за все, це питання стандартизації методів збору, фракціонування та заморожування пуповинної крові. Необхідно врегулювати правила збору пуповинної крові в пологових будинках відповідно до вимог медичної етики, визначити мінімальний об'єм пуповинної крові, що забезпечує успішну трансплантацію. Необхідно порівняти та стандартизувати різні критерії оцінки якості та кількості гемопоетичних клітин-попередників, а також методи HLA-типування та методи діагностики генетичних та інфекційних захворювань, які можуть передаватися під час інфузії клітин пуповинної крові, встановити єдині критерії відбору здорових донорів. Варто також обговорити питання створення окремих сховищ для сироватки, клітин та ДНК, отриманих з пуповинної крові.

Вкрай необхідно організувати комп'ютерну мережу даних пуповинної крові для зв'язку з реєстрами донорів кісткового мозку. Для подальшого розвитку клітинної трансплантології необхідно розробити спеціальні протоколи для порівняння результатів трансплантації пуповинної крові та кісткового мозку від HLA-ідентичних родичів та неспоріднених донорів. Стандартизація документації, включаючи інформовану згоду батьків, а також повідомлення матері або родичів про виявлені у дитини генетичні та/або інфекційні захворювання, може допомогти вирішити етичні та правові проблеми клінічного використання клітин пуповинної крові.

Визначальною умовою розвитку клітинної трансплантології в Україні буде прийняття Національної програми донорства стовбурових клітин та розвиток міжнародної співпраці з іншими країнами через Всесвітню асоціацію донорів кісткового мозку (WMDA), Національну програму донорів кісткового мозку США (NMDP) та інші реєстри.

Підсумовуючи поки що коротку історію розвитку трансплантації гемопоетичних стовбурових клітин пуповинної крові, зазначимо, що перші припущення щодо можливості використання пуповинної крові в клініці, висловлені ще на початку 70-х років, були підтверджені у 80-х роках результатами експериментальних досліджень на тваринах, а в 1988 році була проведена перша у світі трансплантація гемопоетичних клітин пуповинної крові людині, після чого почала створюватися глобальна мережа банків пуповинної крові. За 10 років кількість пацієнтів з пересадженими гемопоетичними клітинами пуповинної крові наблизилася до 800. Серед них були пацієнти з різними захворюваннями пухлинного (лейкемія, лімфома, солідні пухлини) та непухлинного (вроджені імунодефіцити, анемія, захворювання, пов'язані з порушеннями обміну речовин) характеру.

Вміст ранніх та комітованих клітин-попередників у пуповинній крові вищий, ніж у периферичній крові дорослої людини. За кількістю гранулоцитарно-макрофагальних колонієутворюючих одиниць та їх проліферативним потенціалом пуповинна кров значно перевершує периферичну кров дорослих навіть після введення факторів росту. У довготривалих клітинних культурах in vitro відзначено більшу проліферативну активність та життєздатність клітин пуповинної крові, ніж клітин кісткового мозку. Критичними моментами при трансплантації стовбурових клітин пуповинної крові є кількість та гемопоетичний потенціал ядерних клітин, наявність цитомегаловірусної інфекції, HLA-сумісність донора та реципієнта, маса тіла та вік пацієнта.

Однак трансплантацію стовбурових клітин пуповинної крові слід розглядати як альтернативу трансплантації кісткового мозку для лікування важких захворювань крові, насамперед у дітей. Клінічні проблеми трансплантації клітин пуповинної крові поступово вирішуються – вже існують досить ефективні методи збору, розділення та кріоконсервації клітин пуповинної крові, забезпечуються умови для формування банків пуповинної крові, а також удосконалюються методи тестування ядерних клітин. 3% розчин желатину та 6% розчин гідроксиетилкрохмалю слід вважати оптимальними для розділення під час масштабної заготівлі гемопоетичних стовбурових клітин пуповинної крові при створенні банків.

П. Перехрестенко та співавтори (2001) справедливо зазначають, що трансплантація стовбурових клітин пуповинної крові повинна зайняти належне місце в комплексі терапевтичних заходів щодо подолання гемопоетичних депресій різного генезу, оскільки стовбурові клітини пуповинної крові мають низку суттєвих переваг, серед яких найважливішими є відносна простота їх отримання, відсутність ризику для донора, низьке забруднення неонатальних клітин вірусами та порівняно низька вартість трансплантації. Деякі автори зазначають, що трансплантація клітин пуповинної крові рідше супроводжується ускладненнями, пов'язаними з реакцією «трансплантат проти господаря», ніж трансплантація клітин кісткового мозку, що пов'язано, на їхню думку, зі слабкою експресією антигенів HLA-DR на клітинах пуповинної крові та їх незрілістю. Однак основною популяцією ядерних клітин у пуповинній крові є Т-лімфоцити (CD3-позитивні клітини), вміст яких становить близько 50%, що на 20% менше, ніж у периферичній крові дорослої людини, але фенотипічні відмінності в субпопуляціях Т-клітин з цих джерел незначні.

Серед факторів, що безпосередньо впливають на виживаність при трансплантації стовбурових клітин пуповинної крові, варто відзначити вік пацієнтів (найкращі результати спостерігаються у реципієнтів віком від одного до п'яти років), ранню діагностику захворювання та форму лейкозу (ефективність значно вища при гострому лейкозі). Велике значення мають доза ядерних клітин пуповинної крові, а також їх HLA-сумісність з реципієнтом. Не випадково аналіз клінічної ефективності трансплантації ГСК пуповинної крові в онкогематології показує найкращі результати лікування при використанні споріднених трансплантатів: річна безрецидивна виживаність у цьому випадку сягає 63%, тоді як при неспорідненій трансплантації – лише 29%.

Таким чином, наявність великої кількості стовбурових клітин у пуповинній крові та висока репопуляційна здатність неонатальних гемопоетичних стовбурових клітин дозволяють використовувати їх для алогенної трансплантації у онкогематологічних пацієнтів. Однак слід зазначити, що відновлення кровотворення після трансплантації гемопоетичних клітин пуповинної крові «розтягнуте в часі»: відновлення вмісту нейтрофілів у периферичній крові зазвичай спостерігається до кінця 6-го тижня, а тромбоцитопенія зазвичай зникає через 6 місяців. Крім того, незрілість гемопоетичних клітин пуповинної крові не виключає імунологічних конфліктів: важка гостра та хронічна реакція «трансплантат проти господаря» спостерігається у 23 та 25% реципієнтів відповідно. Рецидиви гострого лейкозу до кінця першого року після трансплантації клітин пуповинної крові відзначаються у 26% випадків.

[ 10 ], [ 11 ]